常用实验动物的介绍以及捉持和固定的方法

一、常用实验动物的介绍

功能学实训常以动物实训为主，但采取何种动物是决定实训成功与否的关键。目前用于生物医学科学研究的实训动物种类很多，其中最常用和用量最大的是哺乳纲啮齿目动物，如小鼠、大鼠、豚鼠等，其次是兔形目和食肉目的兔、狗、猫等。虽然非人灵长类动物在生物进化及解剖结构等方面都与人十分接近，是医学研究领域中理想的实训动物，但是由于其数量有限，繁殖较慢，价格昂贵，饲养管理费用高，所以在使用中受到一定限制。实训动物的选择应针对实训目的，以及动物的生物学特性给予考虑，如蟾蜍为两栖类动物，生存环境比较简单，常用于制备离体灌流，神经肌肉标本及进行反射弧分析、肠系膜微循环观察等生理实训；兔的减压神经在颈部与迷走、交感神经分开行走而单成一束，便于研究减压神经与心血管活动的关系；豚鼠的前庭器官、听觉器官较敏感，且乳突部骨质较薄，常用于内耳迷路破坏实训及微音器效应观察。下面对功能学实训常用的实训动物的其生物学特性逐一进行简介。

（一）蟾蜍

蟾蜍（Toad）属于两栖纲，无尾目。由于进化较低，其离体标本（如心脏、腓肠肌等）能在较长时间内保持着自律性和兴奋性，而且其容易获得和价格便宜，故而经常被用于药物对心脏的影响、反射弧分析及肌肉收缩等功能学实训中。

（二）小鼠

生命科学研究中常用的小鼠（Mouse. MUs.musculus）是野生鼷鼠的变种，在生物分类学上属于哺乳纲（Mammalia）啮齿目（order Rodentia）鼠科（family Murinae）鼠属（Genus Mus）。小鼠是啮齿目中体型较小的动物。新生小鼠1.5g左右，周身无毛，皮肤赤红，21d断乳时体重为12～15g，1.5～2月龄体重达20g以上，可供实训使用。小鼠发育成熟时体长小于15.5cm，雌小鼠成年体重为18～35g，雄鼠成年体重为20～40g。小鼠成熟早，繁殖力强，寿命为1～3年。

（三）大鼠

实训大鼠（Rat，Rattus norvegicus）属脊椎动物门，哺乳纲，啮齿目，鼠科，大鼠属（Genus Rattus）。大鼠体型较小，遗传学和寿龄较为一致，对实训条件反应也较为近似，常被誉为精密的生物工具。新生大鼠重为5～6g，成年体重，雄鼠为300～400g，雌鼠为250～300g。大鼠性情温顺，行动迟缓，易捕捉，不似小鼠好斗。但受惊吓或捕捉方法粗暴时，也很凶暴，常咬人。大鼠成熟快，繁殖力强，寿命依品系不同而异，平均为2.5～3年，40～60d性成熟。大鼠（包括小鼠）心电图中没有ST段，甚至有的导联也测不到T波。

（四）豚鼠

豚鼠（Guinea Pig）属哺乳纲（Mammalia），啮齿目（Rodentia），豚鼠科（Cavidal），豚鼠属（Cavia）。豚鼠又被称作荷兰猪、天竺鼠、土拨鼠等。属草食动物，豚鼠性情温顺，胆小，耳蜗管发达，听觉灵敏，对外界刺激极为敏感。豚鼠的生理生化值，常随年龄、品系、性别、环境和测定方法的不同而有很大差异；豚鼠的体温调节能力较差，对环境温度的变化较为敏感，饲养豚鼠的最适温度为18～20℃；豚鼠体内缺乏维生素C合成酶，自身不能合成维生素C，需从外界完全补给。豚鼠对抗生素敏感，尤其是青霉素及杆菌肽、红霉素、金霉素等，轻者发生肠炎，重者造成死亡。

（五）家兔

兔属兔形目（Lagomorpha），兔科（Leparidae）。生物医学研究中常用的家兔（Oryctolagus cunieulus Rabbits）均为欧洲兔的后代，使用最多的有新西兰兔、大耳白兔、青紫兰兔、荷兰兔、弗莱密西兔。家兔为草食性动物，性情温顺，胆小易惊，善居安静、清洁、干燥、凉爽、空气新鲜的环境，耐冷不耐热，耐干不耐湿。

兔耳大，表面分布有清晰的血管。兔嘴小，喉部狭窄，气管插管困难，在进行吸入麻醉时易导致喉痉挛。其心脏传导组织中几乎没有结缔组织，主动脉窦无化学感受器，仅有压力感受器。而减压神经即主动脉神经与迷走神经、交感神经干完全分开。家兔单胃，胃常处于排空状态，不会呕吐，盲肠发达，约占腹腔的1/3，小肠的吸收功能与人、豚鼠一样，不能透过大分子物质。家兔体温的正常范围为38.5～39.5℃。家兔静态时以腹式呼吸为主，每分钟20～120次。

二、常用实验动物的捉持和固定

动物的捉持和固定是进行动物实训的基本操作之一，正确的捉持固定动物是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实训顺利进行。下面介绍几种常用动物的捉持和固定方法。

图1-3-1 家兔的捉持方法

注：图中1～3的捉持方法不正确；4、5的捉持方法正确

1. 家兔的捉拿和固定

（1）家兔的捉持：家兔习性温顺，不会咬人，除脚爪锐利应避免被其抓伤外，较易捕捉。拿时切忌以手提抓兔耳、拖拉四肢或提拿腰背部。正确捉持家兔的方法是（图1-3-1）：右手抓住颈背部皮肤，轻提动物，左手托其臀部，使兔的体重主要落在左手掌心，兔呈坐姿。家兔两耳虽长易捉，但不能承受全身重量，若伤了两耳会影响静脉注射。

（2）家兔的固定：家兔的固定，依不同的实训需要，常用兔盒或兔台固定。

1）兔盒固定：用于耳血管注射、取血或观察耳部血管的变化等。此时可将家兔置于木制或铁皮制的兔固定盒内（图1-3-2）。

图1-3-2 兔盒固定家兔

2）兔台固定：在需要观察血压、呼吸和进行颈、胸、腹部手术时，应将家兔以仰卧位固定于兔手术台上。固定方法是：先以4条1cm宽的布带作成活的圈套（图1-3-3A），分别套在家兔的四肢腕或距小腿（踝）关节上方，抽紧布带的长头，将兔仰卧位放在兔手术台上，再将头部用兔头固定器固定，然后将两前肢放平直，把两前肢的系带从背部交叉穿过，使对侧的布带压住本侧的前肢，将四肢分别系在兔手术台的木柱上（图1-3-3B）。

图1-3-3 兔台固定家兔

2. 小鼠的捉持和固定 小鼠较大鼠温和，虽也要提防被其咬伤手指，但无需戴手套捕捉。右手抓住尾部，将之置于铁丝笼或粗糙的平面上，用左手的拇指和示指抓住小鼠两耳后颈背部皮肤，将鼠体置于左手心中，拉直后肢，以环指及小指按住鼠尾部即可（图1-3-4A）。有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和示指、中指捏住其耳后项背部皮肤亦可（图1-3-4B）。如操作时间较长，也可固定于小鼠固定板上。捉拿大鼠时方法相同，可戴手套。

图1-3-4 小鼠的捉持和固定

图1-3-5 蟾蜍的捉持

3. 蟾蜍的捉持和固定 捉持蟾蜍（图1-3-5）宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、环指（无名指）、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和示指分别压住左、右前肢，右手进行操作。应注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液喷出射进眼中。如毒液不慎入眼，应立即以大量清水冲洗。蟾蜍的固定可用蛙足钉将蟾蜍四肢钉在蛙板上即可。

三、实验动物的编号

动物在实验前常常需要作适当的分组，那么就要将其标记使各组加以区别。标记的方法很多，良好的标记方法应满足标号清晰、耐久，简便、适用的要求。常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方法。

1. 颜料涂染 这种标记方法在实验室最长使用，也很方便。使用的颜料一般有3%～5%苦味酸溶液（黄），2%硝酸银（咖啡色）溶液和0.5%中性品红（红色）等。标记时用毛笔或棉签蘸取上述溶液，在动物的不同部位涂上斑点，以示不同号码。

2. 烙印法 用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签醺着溶在乙醇中的黑墨在刺号上加以涂染，烙印前最好对烙印部位预先用75%乙醇消毒。

3. 号牌法 用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大动物可系于颈上。对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它们的外表和毛色即可。

四、动物被毛的去除方法

动物的被毛常能影响实训操作和结果的观察，因此实训中常需去除或剪短动物的被毛。除毛的方法有拔毛、剪毛、剃毛和脱毛剂法4种。

1. 拔毛法 此法简单实用，在各种动物作皮下静脉注射或取血，特别是家兔耳缘静脉注射或采血时常用。将动物固定后，用拇指和示指将所需部位的被毛拔去即可。若涂上一层凡士林，可更清楚地显示血管。

2. 剪毛法 是急性实训中最常用的方法。将动物固定后，先将剪毛部位用水湿润，将局部皮肤绷紧，用弯头手术剪紧贴动物皮肤依次将所需部位的被毛剪去。可先粗略剪去较长的被毛，然后再仔细剪去毛桩。千万注意不能用手提着皮毛剪，否则易剪破皮肤，影响下一步的实训。为避免剪下的被毛到处乱飞，应将剪下的被毛放入盛水的烧杯内。

3. 剃毛法 大动物做慢性手术时常采用。先用刷子蘸温肥皂水将需剃毛部位的被毛充分浸润透，然后用剃毛刀顺被毛方向进行剃毛。若采用电动剃刀，则逆被毛方向剃毛。

五、实验动物的麻醉方法

在急、慢性实训中，施行手术前必须对动物进行麻醉，使动物在手术或实训中减少疼痛，保持安静，以使实训项目顺利进行。理想的麻醉药应具备下列3个条件：第一，麻醉完善，实训过程中动物无挣扎、动弹或鸣叫现象，麻醉时间大致满足实训要求；第二，对动物的毒性及所观察的指标影响最小；第三，使用方便。动物麻醉分全身麻醉和局部麻醉。

（一）局部麻醉

亦称局部浸润麻醉。局部麻醉一般采用2％普鲁卡因溶液作为麻醉药。操作方法是：将动物固定，局部手术野去毛，用左手拇指及中指将动物的局部皮肤提起使成一皱褶，并用示指按压皱褶的一端，使成三角体，增大皮下空隙，以利于针刺。右手持装有麻醉药品的注射器，自皱褶处刺入皮下（有突破感和无阻力感），并将针头平行地全部扎入，当确信针头在皮下时即可松开皱褶注入药液，边注药边向后退移针头，同时注意向两侧注药，直至整个手术切口部位完全被麻醉药浸润为止，拨出针头，用手轻轻揉捏注射部位皮肤，以使药液均匀弥散。注射后1min左右即可手术。

（二）全身麻醉

全身麻醉的方法有乙醚吸入麻醉、腹腔注射麻醉和静脉注射麻醉等。

1. 乙醚吸入麻醉 乙醚是最常用的吸入麻醉剂。乙醚为无色透明液体，极易挥发，挥发的气体有特殊的刺激味，且易燃易爆。乙醚可用于多种动物的麻醉。给小动物麻醉时，可将蘸湿乙醚的棉花和小动物一起放入容器内，并密切观察动物的反应，如呼吸频率变化和活动情况改变。当动物发生瘫软时，说明麻醉已发生效应，可移开容器和棉花。注意不可吸入乙醚过量，否则会引起动物死亡。给大动物如家兔实施麻醉时，可将蘸湿乙醚的棉花放在一大烧杯中，将家兔头部固定，将烧杯套在家兔口鼻部，使其吸入杯中乙醚气体，同时检查家兔角膜反射和四肢张力，一旦发生角膜反射消失，四肢张力减弱或消失，即告麻醉成功，可移开烧杯。同样注意不可麻醉过深。

乙醚麻醉时需注意，因乙醚对呼吸道黏膜有刺激作用，可使其产生大量分泌物，易堵塞气道。

2. 腹腔或静脉注射麻醉 通过腹腔或静脉注入麻醉药可实施动物麻醉。例如，戊巴比妥钠为白色粉末，用时配成1%的溶液，以3ml/kg（体重）剂量进行静脉注射。戊巴比妥钠的药效作用发生快，持续时间 3～5h。静脉注射时（家兔选择耳缘静脉注射，如图1-3-6所示），前1/3剂量可快速注射，以快速渡过兴奋期；后2/3剂量则应缓慢注射，并密切观察动物的肌紧张状态、呼吸频率和深度及角膜反射。如呼吸状态明显改变，肌紧张和角膜反射消失，表示动物已达到麻醉状态，应立即停止注射。动物麻醉后，常因麻醉药的作用及肌肉松弛和皮肤血管扩张而致使体温缓慢下降，所以应设法保温。又如氨基甲酸乙酯，多数动物实训都可使用，但常用于小动物的麻醉。猫和家兔可采用静脉注射、腹腔注射或直肠灌注等多种途径给药。本药易溶于水，使用时可配制成浓度为10%～25%的溶液。

图1-3-6 家兔耳部血管分布和耳缘静脉注射方法

使用全身麻醉时应注意以下几点：

（1）静脉麻醉时，速度应当缓慢并密切注意麻醉深度。最佳麻醉深度的指标是：皮肤夹捏反应消失，头颈及四肢肌肉松弛，动物卧倒，呼吸深慢而平稳，瞳孔缩小，角膜反射明显迟钝或消失。

（2）麻醉过浅时，动物出现挣扎，呼吸急促及鸣叫等反应。此时可补充麻醉药，但一次补充注射剂量不宜超过总量的1/5，待动物安静和肢体放松后可继续实训。

（3）麻醉过量时，动物可出现呼吸深慢而不规则，甚至呼吸停止、血压下降、心跳微弱或停止。此时可给予人工呼吸或静脉注射苏醒剂，直至呼吸恢复，常用苏醒剂有咖啡因（1mg/kg）、尼可刹米（2～5mg/kg）、洛贝林（0.3～1mg/kg）等。麻醉中还应注意有无分泌物阻塞呼吸道，如有则应及时吸出或作气管插管以保证呼吸道通畅。

用于全身麻醉的药品种类有多种，具体药物、给药途径和剂量如表1-3-1所示。

表1-3-1 常用非挥发性全身麻醉药的用法及剂量

（三）神经损伤麻醉

蟾蜍常采用破坏脑脊髓的方法麻醉，即左手握住蟾蜍，使其头部前倾，用右手示指触摸枕骨大孔位置，即可用探针刺入，破坏脑脊髓（图1-3-7）。

图1-3-7 破坏蟾蜍脑脊髓

六、实验动物的给药方法

在动物实训中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的作用，常需将药物注入动物体内。给药的方法是多种多样的，可根据实训目的、实训动物种类和药物剂型等情况确定。

（一）经口给药法

1. 灌胃法 此法给药剂量准确，是用灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。

（1）鼠类灌胃法：鼠类的灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的左口角插入口中，压其头部，使口腔和食管成一直线，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管，使其前端到达膈肌位置。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食管或误入气管。为防止插入气管，注入药液前应回抽注射器针栓，无空气被回抽，方可将药液注入（图1-3-8）。

图1-3-8 小鼠灌胃法

（2）兔、狗的灌胃法：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管（常用导尿管代替）从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食管。插入后应检查灌胃管是否确实插入食管。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液，再推入少量的水或空气，将胃管内的药液冲入胃内。灌胃完毕，先拔出胃管再拿出开口器（图1-3-9）。

图1-3-9 家兔灌胃法

现将几种动物一次灌胃能耐受的最大容积列表如下，以供参考（表1-3-2）。

表1-3-2 各种动物一次灌胃能耐受的最大容量

2. 口服法 口服给药是把药物混入饲料或溶于饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。本方法适用于对动物疾病的防治和制造某些与食物相关的人类疾病动物模型。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。

（二）注射给药法

1. 皮下注射 皮下注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛间、腹部两侧做皮下注射；家兔可在背部或耳根部做皮下注射；猫、犬则在大腿外侧做皮下注射。

2. 皮内注射 将注射部位脱毛、消毒，用左手拇指和示指压住皮肤并使之绷紧，在两指之间用皮试针头紧贴皮肤表层刺入皮内，向上挑起并再稍刺入，即可缓慢注射，皮肤表面出现白色橘皮样隆起，若隆起可维持一定时间，则证明药液确实注射在皮内。

3. 肌肉注射 肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎间盘的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬、猴等大型动物选臀部注射。注射前应检查肌肉的厚度，并控制注射深度。注射时针头宜垂直迅速刺入肌肉，回抽注射器针栓如无回血现象，即可注射。

4. 腹腔注射 给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针尖稍向前进针3～5mm,再将注射器沿45°角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血、尿、肠液，即可注入药液（图1-3-10）。注意：针头不要刺入过深，进针部位不要太靠上腹部，以免穿透和刺破内脏。对兔、狗等动物进行腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，实验者即可进行操作。其位置：家兔下腹部近腹中线左右两侧1cm处，狗脐后腹中线两侧1～2cm处进行腹腔注射。

5. 静脉注射

（1）大鼠和小鼠：常采用尾静脉（图1-3-11）。注射时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，尾部用45～50℃的温水浸润几分钟或用75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化。以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧，用示指从下面托起鼠尾，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入，注入药液。若推注时有阻力，且局部变白表明针头没有刺入血管，应拔出后重新穿刺。穿刺血管宜从鼠尾末端开始，失败后可向近心端移动再次穿刺。注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。

（2）豚鼠：可采用前肢皮下小静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射。(www.zuozong.com)

图1-3-10 小鼠腹腔注射方法

图1-3-11 小鼠尾静脉注射方法

（3）家兔：一般采用耳缘静脉注射，此部位静脉表浅易固定。注射时先将家兔用固定盒固定，拔去注射部位的毛，用酒精棉球涂擦耳缘静脉，并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳，使静脉充血，然后用左手示指和中指压住耳根端，拇指和小指夹住耳边缘部，以环指放在耳下作垫，右手持注射器尽量从静脉远端刺入血管，移动拇指和环指固定针头，放开示指和中指，注入药液。注射后，用纱布或脱脂棉压迫止血。

（4）狗：常采用前肢内侧皮下小静脉或后肢外侧小隐静脉注射。注射部位除毛消毒后，在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧（或用手握紧）使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入，回抽针拴，如有回血，放松对静脉近端的压迫，将药液缓缓注入。

（5）蟾蜍：蟾蜍皮下有数个淋巴囊，注入药物容易吸收，由于蟾蜍皮肤很薄又缺乏弹性，注射药物易从针孔溢出，常用颌下淋巴囊注射法：取蟾蜍1只，一手抓住蟾蜍身体，固定四肢，使腹部朝上；另一手持4～7号针头将针头插入口腔，通过下颌肌肉而刺入，注射药液后拔出针头，由于下颌肌肉收缩使针孔闭合，可避免药液漏出。

（三）给药容量

不同种类的实验动物一次给药时所能耐受的最大容量是不同的，灌胃药量太多易导致急性胃扩张，静脉给药容量太多易导致多种急性心力衰竭和肺水肿。不同种类实验动物一次给药最大耐受容量如表1-3-3所示。

表1-3-3 常用实验动物不同途径的最大给药量（单位：ml）

（四）给药剂量

观察药物对实验动物的影响，要确定给药剂量。查阅文献是一个简便的方法，若不能查到相关文献，可参考其他动物或人的用药剂量计算。推算方法很多，此处仅介绍按体重换算的方法。

已知A种动物每千克体重的用药剂量，要估算B种动物的每千克体重的用药剂量，可先查表1-3-4，找出折算系数（W），再按下式计算：

B种动物的用药剂量（mg/kg）=W×A种动物的剂量

表1-3-4 动物与成人的每千克体重剂量折算系数表

例如，小鼠对某药的最大耐受量为20mg/kg，要折算出家兔的剂量。查表，A动物为小鼠， B动物为家兔，交叉点为折算系数W=0.37，家兔的用药量为：0.37×20mg/kg=7.4mg/kg。

这种方法折算的剂量有一定的参考价值，并非完全适用于所有的药物。动物体重应为成熟期动物平均体重，过重过轻误差都会增大。

七、常用生理溶液和药物的配制

（一）常用生理溶液的成分和配制

在进行离体组织或器官实验时，为了维持标本的“正常”功能活动，必须尽可能地使标本所处的环境因素与体内相近似。这些因素包括电解质成分、渗透压、酸碱度、温度、葡萄糖和O2含量等。这样的溶液称为生理溶液。最简单的生理溶液为0.9 %（恒温动物）或0.65% （变温动物）的Na Cl溶液，又称生理盐水。因生理氯化钠溶液的理化特性与体液有很大不同，所以难以长时间维持离体组织或器官的正常活动。为此，S.Ringer研制了能维持蛙心长时间跳动的溶液，称为任氏（Ringer’s）液。常用的生理溶液包括用于两栖类动物的任氏液和用于哺乳类动物的台氏液，表1-3-5是常用生理溶液的配制方法。

表1-3-5 常用生理溶液的配制方法

注：配制时，先将除Ca Cl2以外的母液按比例倒入容器中，然后加蒸馏水至所配溶液体积的2/3，最后滴加Ca Cl2母液，同时要边加边搅拌，并加蒸馏水至刻度线。葡萄糖临用时加入，用时需充以95% O2+5%CO2的混合气体，并用Na OH或HCl校正p H至7.4左右。

（二）药物的配制方法

1. 药物浓度 是指一定量液体或固体制剂中所含主药的分量。常用以下几种表示法。

（1）百分浓度：每100ml（g）溶液所含溶质的量［g（ml）］，用符号％表示。例如，5％Na Cl溶液，即指100ml溶液中含有NaCl5g。

（2）比例浓度：用比例式计算，是指几克（毫升）溶质，制成几毫升溶液，用1∶X比例式表示。例如，1∶1 000肾上腺素溶液，即指1 000ml溶液中含有肾上腺素1g。

（3）物质的量浓度：溶质（用字母B表示）的物质的量浓度是指单位体积溶液中所含溶质B的物质的量，常用单位为mol/L。物质的量浓度也可以用以下的公式表示：

物质的量浓度（mol/L）＝物质的量（mol）/溶液的体积（L）

例如，配制1mol/L的氯化钠溶液时，氯化钠的分子量为23＋35.5＝58.5，故称取58.5g氯化钠，加水溶解，定容至1 000ml即可获得1mol/L的氯化钠溶液。

2. 剂量换算和药物配制

（1）动物实训所用药物的剂量一般按mg/kg （或g/kg）体重计算，应用时须从已知药液浓度换算出相当于每千克体重应注射的药物量（ml），以便给药。

例1：小鼠体重18g，腹腔注射盐酸吗啡10mg/kg，药物浓度为0.1%，应注射多少毫升?

计算方法：0.1%的溶液1ml含药物1mg，剂量为10mg/kg相当于容积为10 ml/kg。

小鼠用药剂量常以mg/10g计算，换算成容积时也以ml/10g计算，故腹腔注射盐酸吗啡量为0.1ml/10g，18g重的小鼠注射0.18ml，如20g体重小鼠，给0.2ml，以此类推。

（2）在动物实训中有时须根据药物的剂量及某种动物给药途径的药液容量，然后配制相当的浓度以便于给药。

例2：给兔静注戊巴比妥钠30mg/kg，注射量为1.2ml/kg，应配制戊巴比妥钠的百分比浓度是多少？

计算方法：30mg/kg相当于1.2ml/kg，因此1.2ml溶液应含30mg药物，如要算成百分比浓度1.2 : 30 = 100 : X，X = 2 500mg = 2.5g，即100ml含2.5g，故应配成2.5%的戊巴比妥钠。

八、生物样品的采集

实训研究中，经常要采集实验动物的体液，进行常规检查或某些特定指标的生物化学分析。因此，掌握正确的采集技术十分必要。

（一）采血

动物在急性或慢性实验过程中，为了观察、了解实验动物体内功能、代谢变化，常会采血进行分析。但是，一次采血过多或连续多次采血都可能影响动物健康，进而干扰实验结果，严重时可造成动物贫血或死亡，表1-3-6列举了常见实验动物的最大安全采血量与最小致死采血量。

表1-3-6 实验动物的采血量

1. 家兔采血

（1）耳缘静脉采血：由于此处静脉较固定，易穿刺，故采集少量血液时，可采用耳缘静脉采血。采血前，先将家兔固定（兔台或盒内），拔去耳背外缘后侧少许兔毛，用手指轻弹血管，使静脉扩张。也可用乙醇或二甲苯棉球擦耳壳，使耳缘静脉血管扩张。此时，再用粗针头刺破耳缘静脉或以刀片在血管上切一小口，让血液自然流出即可。采血后用棉球压迫止血。或可采用注射器经耳缘静脉采血，用左手拇指和环指执兔耳外缘远端，示指和中指夹住静脉近心端使其充盈，右手持注射器，尽量在血管的远侧端穿刺，针头与血管成15°角刺入（穿刺前应检查针头是否锐利、针尖斜面应向上）。再用左手拇指和示、中指将针头固定于兔耳上，右手缓缓拉出注射器筒芯，将血液吸入注射器内，其操作步骤基本与耳缘静脉注射相似（见图1-3-6）。

（2）兔耳中央动脉采血：将家兔置于固定箱内，由于兔耳动脉遇刺易发生较长时间的痉挛性收缩。因此，采血前必须让兔耳充分充血，力争一次刺中动脉。为了更好地使耳中动脉舒张，可用耳神经丛麻醉法，即取2%普鲁卡因溶液2ml注入一侧耳根后下方冠状突与侧突间隙的深层软组织，以麻醉支配耳中动脉的耳神经丛，数秒钟后可见耳动脉充血，指触脉搏感强，证明麻醉成功。此时即以左手示指与拇指固定中央动脉离心端，针刺部位从中央动脉末端开始，不要在近耳根部取血，因耳根部软组织厚，血管位置略深，易刺透血管造成皮下出血。准备好含有1%肝素生理氯化钠溶液抗凝液的动脉套针，先以12～16号粗针头，在中央动脉末端，沿动脉平行地向心性方向穿过皮肤，然后退出针头，将动脉套针沿刚刺过的孔道刺入动脉，即可见动脉血涌入针管，这时将套针针芯小心抽出，同时将针芯外紧束着的套管送入动脉内，血即自动涌出，此法一次可迅速取血达10～15ml。若需连续多次取血，可在套针口连接含有抗凝液的注射器，5min左右注射0.15ml/kg肝素原液，以免针头处凝血。采血完毕后用干棉球压迫止血。

（3）心脏采血：兔、大、小鼠的心脏采血方法比较类似。例如，以家兔心脏采血为例：先将动物固定于兔台上，心脏部位去毛，用碘酒、乙醇消毒皮肤。以左手的手指触摸左侧胸壁，选择心脏搏动最明显部位，用右手持注射器刺入心脏，且有血液流入注射器。当采得所需血量后，迅速将针头拔出。6～7d后，可以重复进行心脏采血。

此外，还可以从颈动静脉、股动静脉、眼底（不常采用）取血。

2. 大、小鼠采血

（1）尾尖采血：当采血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，或用酒精或二甲苯棉球涂擦，使局部血管扩张。将鼠尾用液状石蜡涂擦后，剪去尾尖，血自尾尖流出，让血液流入盛器。如需多次采取鼠尾尖部血液，每次采血时，将鼠尾剪去很小一段，取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，3根尾静脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。

（2）眼眶后静脉丛采血：当采血量中等量，又要避免血液污染时采用此法。用左手抓住鼠的颈背部，拇指及中指尽量捏紧头部皮肤，使头部固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿着内眦眼眶后壁刺入，向喉头方向旋转前进。刺入深度小鼠2～3mm，大鼠4～5mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，血液流入玻璃管中。获得所需的血量后，拨出毛细管。或者采用蘸过肝素的9号钝针头，沿着内眦眼眶后壁刺入，穿刺时针头应由眼内角向喉头方向前进2～3mm（小鼠）后，再轻轻转动缩回，血液就会流出。若手法恰当，小鼠可采血0.2～0.3ml，大鼠可采血0.4～0.6ml。

（3） 断头采血：当采血量较大量，而又不需继续保存动物生命时采用此法。左手捉持动物，使其头略向下倾，右手持剪刀猛力剪掉鼠头，让血液滴入盛器。小鼠可采血0.8～1.0ml，大鼠可采用5～8ml。

（4）眶动脉和眶静脉采血：此法既能采取较大量的血液，又可避免断头采血法中因组织液的混入导致血液污染。用左手抓住鼠的颈背部，拇指及中指捏紧头部皮肤，使头部固定，然后用支撑物压迫鼠颈部使动物眼球突出充血，用弯头眼科镊迅速钳摘除眼球，并将鼠倒置，头向下，眼眶内很快流出血液，让血液滴入试管内，直至不流为止。此法由于采血过程中动物的心脏不断在跳动，因此取血量比较多，一般可取鼠体重4%～5%的血液量，是一种较好的取血方法。

（5）心脏采血：此采血方法与家兔的心脏采血相似。动物先仰卧固定于鼠板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒、乙醇消毒皮肤。在左侧第3～4肋间，用左手示指触摸到心脏搏动处，右手持注射器刺入心脏。当针刺入心脏时，血液由于心脏搏动的力量自动进入注射器。但是操作者在进行此法采血时应注意以下几点事项：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而会使心脏塌陷。若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺入心脏抽吸血液。

（6）大血管采血：大、小鼠还可从颈动、静脉，股动、静脉和腋下动、静脉取血，在这些部位取血均需麻醉后固定动物，然后作动、静脉游离手术，使其暴露清楚后，用注射器沿大血管平行刺入（或直接用剪刀剪断大血管），抽取所需血量。切断动脉时，要防止血液喷溅。

3. 豚鼠采血

（1）足背中静脉采血：助手固定动物，将其后肢膝关节伸直捉到实验者面前，实验者将动物脚背面用乙醇消毒，找出背中足静脉后，以左手的拇指和示指拉住豚鼠的趾端，右手拿注射器针刺入静脉。拔针后立即出血，呈半球状的隆起。采血后，用纱布或脱脂棉压迫止血。反复取血时，两后肢交替使用。

（2）心脏采血：豚鼠的心脏采血法与兔的采血方法相似。

（二）采尿

1. 代谢笼法 此法较常用，适用于小鼠和大鼠的尿液采集。代谢笼是能将尿液和粪便分开而达到收集动物尿液目的的一种特殊装置。收集尿液以每小时100g体重排尿的毫升数表示。由于大鼠、小鼠尿量较少，收集中损失和蒸发，以及与膀胱排空不一致，误差较大，一般收集5h以上的尿液，取均值。为满足尿量，小动物可在收集尿液前灌胃或腹腔注射生理氯化钠溶液，也可喂些青菜。

2. 导尿法 此法常用于兔、狗等大型动物。动物轻度麻醉后，固定于手术台上，由尿道旋转插入导尿管（顶端应涂抹液状石蜡），当导尿管进入膀胱，即可见尿液流出，此法可以采到未污染的尿液。

3. 压迫膀胱法 此法适用于兔、狗等较大动物。将动物轻度麻醉后，实验者用手在动物下腹部加压，动作要轻柔而有力。当外加压力足以使膀胱括约肌松弛时，尿液会自动由尿道排出。

（三）消化液的采集

1. 唾液的采集 唾液腺又称涎腺的解剖位置和特点：狗的唾液腺有腮腺、颌下腺和舌下腺3对；分泌的唾液，分别由3对唾液腺开口于口腔。腮腺位于耳郭基部前部稍下方的皮肤深面，如元宝形，开口于颊的内表面，即在口腔内上颌骨第3、4前臼齿水平的颊间隙；颌下腺为一圆形腺体，位于腮腺稍下方，下颌骨之侧，咀嚼肌前方，部分被腮腺所遮盖，开口于舌系带左侧的不甚显著的小突起，舌下腺位于颌下腺内侧的深处，开口靠近舌系带的基部。

（1）直接采集法：将狗麻醉后，取仰卧位，用手牵引狗的上唇角，分别找到唾液腺的开口，然后插入适当的唾液套管，进行采集。适用于急性实验。

（2）制备腮腺瘘法：用手术方法将腮腺导管开口移向体外，以腮腺导管开口为中心，切成直径为2～3cm的圆形黏膜片，将其与周围组织分开，经皮肤切口引到颊外，将带有腮腺开口的黏膜片与周围皮肤缝合，即可在体外收集较为纯净的唾液。此法适用于慢性实验。

2. 胃液的采集

（1）直接采集法:正确插入胃管，在胃管的出口端连接注射器，轻轻用注射器抽取，即可看到胃液慢慢进入注射器内。

（2）制备胃瘘法：胃瘘法按术式可分为全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海式小胃瘘法等，多用于慢性实验，可反复收集胃液。全胃瘘法收集的胃液多混有食物，小胃瘘法可收集到纯净的胃液。

3. 胆汁采集法 麻醉狗，沿右侧乳腺做切口，扒开肝的右、中叶，暴露胆囊，分清胆囊管与胆总管，由胆总管向胆囊方向插一根细塑料管，轻轻压迫胆囊，胆汁即可从塑料管流出；或用注射器直接插入胆总管，轻轻抽取胆汁。

九、常用实验动物实训后的处死方法

处死实训动物应遵循动物安乐死的基本原则，即尽可能缩短动物致死时间，尽量减少其疼痛、痛苦。

1. 颈椎脱臼法 大、小鼠最常用的处死方法。用拇指和示指用力往下按住鼠头，另一只手抓住鼠尾，用力稍向后上方一拉，使之颈椎脱臼，造成脊髓与脑髓断离，动物立即死亡。

2. 空气栓塞法 主要用于大动物的处死，用注射器将空气急速注入静脉，可使动物致死。当空气注入静脉后，可在右心随着心脏的搏动使空气与血液相混致血液呈泡沫状，随血液循环到全身。如进入肺动脉，可阻塞其分支；进入心脏冠状动脉，造成冠状动脉阻塞，发生严重的血液循环障碍，动物很快致死。一般对于兔与猫可注入10～20ml空气；对于狗可注入70～150ml空气。

3. 急性大失血法 用粗针头一次采取大量心脏血液，可使动物致死。豚鼠与猴等皆可采用此法。鼠可采用眼眶动、静脉大量放血致死。狗和猴等在麻醉状态下，暴露出动物的颈动脉，在两端用止血钳夹住，插入套管，然后放松近心端的止血钳，轻轻压迫胸部，尽可能大量放血致死。狗也可采用股动脉放血法处死。硫喷妥钠 20～30mg/kg静脉注射，狗则很快入睡，然后暴露股三角区，用手术刀在股三角区作一个约10cm的横切口，将股动、静脉全部切断，立即喷出血液，用一块湿纱布不断擦去股动脉切口处的血液和凝块，同时不断用自来水冲洗流血，使股动脉切口保持通畅，动物3～5min内可致死。

4. 吸入麻醉致死法 应用乙醚吸入麻醉的方法处死，大、小鼠可在20～30秒陷入麻醉状态，3～5min死亡。应用此法处死豚鼠时，其肺部和脑会发生小出血点，在病理解剖时应予注意。

5. 过量麻醉法 应用戊巴比妥钠注射过量麻醉致死，豚鼠可用其麻醉剂量3倍以上剂量腹腔注射；猫可采用本药麻醉量的2～3倍药量静脉注射或腹腔内注射；兔可用本药80～100mg/kg的剂量急速注入耳缘静脉内；狗可用本药100mg/kg静脉注射。

6. 其他方法 大、小鼠还可采用击打法、断头法、二氧化碳吸入法致死。具体操作为右手抓住鼠尾提起动物，用力摔击鼠头部，动物痉挛致死，或用小木槌用力击打头部致死。用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，由于剪断了脑脊髓，同时大量失血，动物很快死亡。目前国外多采用断头器断头，将动物的颈部放在断头器的铡刀处，慢放下刀柄接触到动物后，用力按下刀柄，将头和身体完全分离，这时有血液喷出，要多加注意。二氧化碳吸入法安全、人道、迅速，被认为是处理啮齿类动物的理想方法，国外现多采用此法。可将多只动物同时置入一个大箱或塑料袋内，然后充入CO2，动物在充满CO2的容器内l～3min内死去。